关键词： 脑 缺血损伤 促炎性细胞因子
脑动脉阻断后即使立即再通，脑组织的缺血损伤也不能完全恢复正常，而且不能完全挽救由继发损伤造成的脑缺血组织的继续扩大［1］。缺血后脑死亡的机制可能与组织酸中毒、神经元释放兴奋性氨基酸、细胞内钙聚集、氧化应激（蛋白氧化、脂质过氧化、DNA氧化）、一氧化氮合成、微循环损害及弥散性去极化抑制等有关。目前，较多的研究兴趣集中在缺血再灌注后的炎性过程，缺血细胞以及缺血激活的内皮细胞、白细胞，产生促炎性细胞因子，表达粘附分子，导致白细胞积聚和外流［1］。有些作者认为，缺血后导致细胞死亡的主要因素之一可能是白细胞浸润，甚至提出脑缺血治疗的途径一是再通动脉，二是抑制细胞因子的促炎性作用［2］。现将有关的研究报道综述如下。
一、脑缺血后炎性细胞的变化
1.动物实验的依据：缺血脑组织可检到CD11和CD18阳性浸入的白细胞；OX42免疫反应的向上调节可显示伴形态变化的激活小胶质细胞以及在激活的小胶质细胞和浸入的白细胞表面都有表达的ED1、CD68和主要组织相容性复合体(MHC)抗原。因而梗死后脑组织损伤的形成伴有内源性（小胶质细胞）和外源性（多形核白细胞、中性粒细胞、单核细胞）炎细胞的参与。
梗死后的炎细胞变化：正常鼠全脑可见OX42阳性的静息形态的小胶质细胞，呈小细胞体和细的分支突触。小胶质细胞反应可以在缺血后几分钟内迅速发生［3］。缺血4小时后，细胞形态不规则，突触较少并有碎片，缺血周边区显示激活形态为收缩的高度分支的突触和肥大细胞体。1天后可见破坏的OX42阳性的小胶质细胞碎片以及散在的OX42阳性的小圆细胞，更象中性粒细胞，这时缺血区无静息的或激活的小胶质细胞。梗死周围及对侧可见激活的小胶质细胞。3天后OX42阳性的白细胞聚集于梗死区内，但除移行带外，缺血周边区的激活小胶质细胞数趋于减少。7天后缺血中心区由OX42阳性的大圆细胞覆盖（单核细胞/巨噬细胞），仍然有一窄的含大量OX42阳性激活的小胶质细胞的移行带。14天后梗死区内OX42阳性细胞数减少，但最强的OX42免疫活性仍见于梗死区［4］。不同的显色方法及不同种系的动物脑缺血后显示的炎性细胞分布时间、种类和位置有所不同［2，4，5］。
再灌注后的炎细胞变化：再灌注2～10小时，缺血中心区主要为圆形和阿米巴样细胞，分布于皱缩神经元的相邻区，再灌注22小时边缘区可见高度分支状小胶质细胞，主要出现于形态完整的神经元周围；再灌注26小时，圆形和阿米巴样细胞见于梗死带周围边缘带的内侧缘；再灌注70～166小时，圆形和阿米巴样细胞见于梗死带的全部缺血区。这期间病损边缘带的外层高度分支的小胶质细胞的数量及强度明显增加。这些资料证实，再灌注时小胶质细胞的形态变化呈时间依赖性，小胶质细胞的激活状态反映损伤的严重程度［4］。胶质细胞的激活大多出现在神经元死亡的组织学改变之前［5］。
半暗带与中心坏死区的炎细胞变化：半暗带区（急性变性的纹状区和梨状皮层）早期有小胶质细胞激活、吞噬细胞浸入，而在梗死区（尾状核和壳核）晚期才可见到大量的吞噬细胞浸入。有作者认为，小胶质细胞和吞噬细胞激活形式的不同反映了半暗带发生的两个不同的变性过程［6］。中心坏死区与半暗带的炎性细胞变化的特点尚待进一步探讨。
2.人脑缺血后炎细胞浸润的证据：1996年瑞典Elneihoum等［7］报道，缺血性脑血管病病人血浆内肿瘤坏死因子（TNFα）、可溶性TNF受体蛋白-1P55、多形核白细胞激活标记物中性粒细胞蛋白酶4（NP4）和中性粒细胞胶酶相关的配基（NGAL）水平明显高于健康对照者。白细胞的激活独立于白细胞计数，二者不相平行。Akopov等［8］标记多形核白细胞后用单光子发射计算机体层摄影术（SPECT）检查，见多形核白细胞积聚于梗死区。梗死后脑组织中巨噬细胞积聚程度与梗死组织损伤严重程度以及临床预后有关：临床预后差、梗死面积大者多形核白细胞聚集多且明显。缺血早期主要是多形核白细胞聚集，1周后单核细胞积聚持续数周。SPECT动态研究多形核白细胞聚集见于卒中发作后6～12小时，持续6～9天，然后恢复正常。Wang等将多种白细胞混合观察的结果表明白细胞积聚持续5周［9］。Fujinuma 等［9］用锝-99 HMPAO或锝-99ECD测定脑血流后，立即用铟-111标记的自体白细胞静脉注入，48小时后脑扫描测定白细胞，结果显示，13例脑栓塞和3例脑血栓病人的脑组织血流减低区有强的白细胞积聚，在缺血中心区白细胞更明显。短暂性脑缺血发作（TIA）的病人未见白细胞积聚。出血性梗死的病人全部可见白细胞积聚，但是CT扫描显示的出血量的大小与白细胞积聚程度并无关。急性栓塞时白细胞异常积聚与脑血流量减低有关。10例缺血3～17天后死亡的人脑组织，用CD68、EMB11单克隆抗体在缺血组织的边缘带检到了巨噬细胞、星形细胞和小胶质细胞［10］。
二、炎细胞损伤机制
Mori认为中性粒细胞加重缺血后低灌注现象。Zoppo提出多形核白细胞通过两个途径使动脉闭塞后的不稳定因素进行性恶化。多形核白细胞出现于梗死区血管腔可能是发生缺血后低灌注的因素之一。多形核白细胞血管内聚集可能造成微血栓，加重微循环紊乱，启动血管收缩反应，破坏内皮细胞；多形核白细胞聚集还可以通过产生氧自由基加重组织坏死，也可以释放溶酶体酶、蛋白酶和细胞因子。最后，多形核白细胞通过穿越血管的移动和浸入缺血组织直接诱发细胞毒性作用。所有这些将加重低灌注和坏死，尤其在缺血半暗带区［8，11］。脂源性介质、脂质过氧化参与以后的神经元损伤：胞质磷脂酶A2（PLA2）对缺血后神经元的死亡起一定作用。PLA2与神经细胞膜磷脂释放花生四烯酸并启动花生四烯酸级联反应［12］。PLA2阳性细胞经双染色后认定为星形细胞和激活的小胶质细胞。但不是所有的星形细胞和小胶质细胞都显示PLA2免疫活性［12］。神经元死亡或者亚致死都可引起小胶质细胞的激活和增生。后者清除中枢神经系统细胞外的细胞残片。小胶质细胞和单核血源性白细胞通过释放毒性产物、吞噬作用和免疫反应加速脑细胞的溶解。脑梗死病人的多形核白细胞使一氧化氮（NO）失活［3］。长期进行性缺血后周边区的神经元凋亡可持续4周。炎细胞的浸润与细胞凋亡密切相关，早期遍布梗死区，后期见于周边区［13］。
三、炎细胞与炎性因子
曾经认为中枢神经系统的细胞是免疫幼稚细胞，现已证实可以免疫激活产生各种因子和粘附分子。新近的研究结果证实，动物脑缺血时表达细胞因子、生长因子等的mRNA；化学因子CINC，MCP-1，MIP-1以及粘附分子。尽管检测细胞因子的蛋白很困难，但也发现神经元、内皮细胞、激活的星形细胞和小胶质细胞和（或）巨噬细胞是细胞因子的来源。抗粘附分子抗体分子、生长因子及抗细胞因子抗体已经成功地减轻了实验动物脑组织的缺血损伤。激活的单核细胞和多形核白细胞以及它们分泌的介质是缺血性脑血管病、血栓形成和缺血再灌注组织损伤的重要因素。细胞因子在缺血再灌注损伤的炎症变化中起重要作用，典型的过程为白细胞浸润、小胶质细胞激活和重建改造［3］。1～2天内IL-1和TNF诱导白细胞粘附到内皮细胞，表达粘附分子。细胞因子诱导的中性粒细胞化学趋向因子（IL-8）是一种著名的化学因子，引起白细胞浸入脑实质。浸入的白细胞激活蛋白酶，引起自由基诱发脂质过氧化，损伤神经元。2～7天梗死周边区的小胶质细胞主要在反应带被激活分泌IL-1和TNF。这些细胞因子诱导星形细胞增生而且星形细胞产生营养因子减轻神经元的损害，然而，过度的星形细胞增生对神经再生有负性作用。7～30天缺血中心区可见吞噬巨细胞。吞噬细胞释放一系列细胞防御性因子包括蛋白酶、超氧阴离子降解损伤区。来自于胶质细胞和吞噬细胞的TGFβ碱性成纤维生长因子BFGF诱发血管生成，清除碎片进行重建。脑缺血再灌注后损伤的这些复杂变化确实由细胞因子控制：IL-1和TNF被认为是主要介质，与IL-8和生长因子一起启动和调节脑组织的局部炎症反应［3，12］。
TNFα是一种强有力的细胞因子，以星形细胞表达为主，可通过一系列促炎性作用对缺血性脑损害起作用，如改变血脑屏障的通透性、脱髓鞘、刺激自由基形成、诱导细胞粘附分子表达及补充中性粒细胞。TNF又能诱发有效的缺血脑组织损伤的保护机制，通过影响调整缺血耐受的信号通路起作用。脑池内应用TNF可保护脑组织，减少缺血后脑损伤。局部脑损伤引起的神经元损伤和癫痫在TNFR基因缺陷鼠较重，这类鼠中氧化应激增加而且脑细胞中抗氧化酶减少，提示TNF通过刺激抗氧化通路而保护脑神经元。
转化生长因子(TGFβ1)对培养的神经细胞有多种作用：促进神经元存活、神经生长、调节施万细胞、抑制星形细胞分化、刺激星形细胞分泌的蛋白酶和蛋白酶抑制体及自动表达TGFβ1 mRNA。TGFβ1可以保护神经元免受兴奋性毒性和缺氧的损害,减小梗死灶体积，抗凋亡，抗氧化，抗NO诱发的氧化。 TGFβ1在正常脑组织微量表达，但创伤、兴奋性毒性、缺血和（或）缺氧都可以使其表达显著增加。
四、炎细胞加重缺血脑损伤的相反观点
1996美国Hallenbeck 提出，白细胞在急性脑缺血后的炎症反应中起重要作用。动物模型中应用抗中性粒细胞抗血清以及减少白细胞或抗白细胞的药物后，脑组织损伤减低50%，并可使缺血后的脑血流增加、水肿形成减轻及梗死灶体积减小［14］。免疫抑制剂白细胞整合蛋白CD11B/18明显改进狒狒大脑中动脉短暂脑缺血后缺血区内的微血管［15］。消耗循环血中的白细胞，应用抗炎化学物质如细胞因子拮抗剂、抗粘附分子抗体和免疫抑制剂，能有效地减轻缺血诱发的脑梗死。用环磷酰胺减少循环血中的白细胞有利于缺血脑保护，中性粒细胞减少的动物缺血损伤明显减轻。也有报道，循环血中的白细胞数与脑缺血后的炎细胞浸润无关。环磷酰胺降低循环血中的白细胞，但不减轻动物模型中的缺血脑损害。
1996年 Haywart 的实验报告不支持炎细胞损伤在脑缺血中的重要作用。有意义的、不连续的皮层损害在缺血后12小时最重，而这时并没有中性粒细胞的增加。甚至到了缺血后21小时，缺血区内也只观察到非常稀少的中性粒细胞。用环磷酰胺诱导可使中性粒细胞减低98%，但梗死灶体积并不减小。大面积的缺血损伤出现之前，几乎看不到中性粒细胞（1个/每个视野）。中性粒细胞浸入时，未观察到缺血损伤体积的进一步扩大。缺血前用药物清除中性粒细胞也不能减小缺血损伤的体积［10］。
五、治疗探讨
白细胞积聚浸入发生于缺血后6～24小时，因而应用抗炎疗法可能延长脑卒中的治疗窗。循环血中白细胞数量的减少或应用抗炎药物如细胞因子拮抗剂、抗粘附分子抗体和免疫抑制剂，能有效地减小缺血诱发的脑梗死的体积。LFA-1（CD11A/CD18）、MAC-1（CD11B/CD8）、IL-1β、TNFα和细胞间粘附分子的抗体都可减轻脑水肿的程度，减小梗死灶体积，减轻白细胞在梗死脑组织的聚集［1］。分子水平的临床免疫生化研究资料证实，来自于神经肽的semax影响脑缺血后的抗炎反应。在抗炎因子白介素10和肿瘤坏死因子α与保持炎症的因子白介素-8和C反应蛋白间调节平衡［16］。黑色素细胞刺激素α（alpha-MSH，alpha-melanocyte stimulating hormone）1～13通过激活的成熟小胶质细胞，作用于局部的黑色素受体，调节肿瘤坏死因子和一氧化氮的产生，抑制炎性因子［17］。doxycycline 和minocycline是广谱抗生素，有独立于抗小胶质细胞激活作用之外的抗炎作用，在沙土鼠能保护全脑缺血后的海马神经元。minocycline能完全阻止缺血诱发的小胶质细胞激活，但不影响GFAP。缺血后应用脂溶性tetracyclines、 doxycycline 和 minocycline能够抑制炎症，也有脑缺血后的神经元保护作用，tetracycline的派生物可能有抗缺血作用［18］。
参考文献 1 Yoshimoto T, Houkin K, Tada M, et al. Induction of cytokine, chemokines and adhesion molecule mRNA in a rat forebrain reperfusion model. Acta Neuropathol, 1997, 93:154-158.
2 Oostveen JA, Dunn E, Carter DB,et al. Neuroprotective efficacy and mechanisms of novel pyrrolopyrimidine lipid peroxidation inhibitors in the gerbil forebrain ischemia model. J Cereb Blood Flow Metab, 1998, 18:539-547.
3 Krupinski J, Kaluza J,Kumar P,et al. Immunocytochemical studies of cellular reaction in human ischemic brain stroke. MAB anti-CD68 stains macrophages, astrocytes and microglial cells in infarcted area. Folia Neuropathol, 1996,34:17-24.
4 Lees GJ.
The possible contribution of microglia and macrophage to delayed neuronal death after ischemia. J Neurol Sci, 1993, 114:119-122.
5 Stoll G, Jander S, Schroeter M. Inflammation and glial responses in ischemic brain lesions. Prog Neurobiol, 1998,56:149-171.
6 Nawashiro H, Tasaki K,Ruetzler CA,et al. TNF-alpha pretreatment induces protective effects against focal cerebral ischemia in mice. J Cereb Blood Flow Metab, 1997, 17:483-490.
7 Elneihoum AM, Falke P, Axelsson L,et al. Leukocyte activation detected by increased plasma levels of inflammatory mediators in patients with ischemic cerebrovascular di- seases. Stroke, 1996, 27:1734-1738.
8 Akopov SE, Simonian NA, Grigorian GS. Dynamic polymorphonoclear leukocyte accumu- lation in acute cerebral infarction and their correlation with brain tissue damage, Stroke, 1996, 27 : 1739-1743.
9 Fujinuma K,Sakai F,Iizuka T,et al.In-111-labeled leukocyte brain SPECT imaging in acute ischemic stroke in man. Rinsho Shinkeigaku, 1997, 37:13-20.
10 Hayward NJ, Elliott PJ, Sawyer SD,et al. Lack of evidence for neutrophil participation during infarct formation following focal cerebral ischemia in the rat. Exp Neurol, 1996,139:188-202.
11 Kogure K,Yamasaki Y,Matsuo Y,et al. Inflammation of the brain after ischemia. Acta Neurochir, 1996,66 Suppl: 40-43.
12 Tomita M, Fukuuchi Y. Leukocytes, macrophages and secondary brain damage following cerebral ischemia. Acta Neurochir 1996, 66 Suppl: 32-39.
13 Akopov SE, Grigorian GS,Ovanessian GA. Deavtivation of NO by polymorphonuclear leukocyte in patients with ischemic cerebral infarction. Stroke, 1996, 27:2337-2338.
14 Stoll G, Jander S, Schroeter M. Inflammation and glial responses in ischemic brain lesions. Prog Neurobiol, 1998,56:149-171.
15 Matsuo Y, Yamasaki Y, Kogure K. Inflammatory reaction after brain damage and prospective therapy against damage impending cerebral infarction. Keio J Med, 1996, 45:270-274.
16 Yanaka K,Camarata PJ,Spellman SR,et al.Neuronal protection from cerebral ischemia by synthetic fibronectin peptides to leukocyte adhesion molecules. J Cerebral Blood Flow Metab,1996,16:1120-1125.
17 Miasoedova NF, Skvortsova VI, Nasonov EL, et al.Investigation of mechanisms of neuro-protective effect of semax in acute period of ischemic stroke. Zh Nevrol Psikhiatr Im S S Korsakova, 1999,99:15-19.
18 Skvortsova VI, Nasonov EL, Zhuravleva EIu, et al. Clinico-immunobiochemical monitoring of factors of focal inflammation in the acute period of hemispheric ischemic stroke. Zh Nevrol Psikhiatr Im S S Korsakova, 1999,99:27-31.
减小字体
增大字体