一，前言

　　脂质体作为一种新型的载药系统，今年来得到广泛的应用和研究。评价脂质体质量的指标有外观、粒径分布和包封率等。其中包封率是衡量脂质体内在质量的一个重要指标。对于亲脂性药物，由于其对磷脂膜的亲和性，可以在制备过程中得到很高的包封率，且不易渗漏。而亲水性药物在制备时则必须包封在脂质体囊内部或多层脂质体层间的水性介质中，除一些特殊药物外包封率普遍不高，且易泄露。制备中为了得到更大的包封率，不得不增加囊内的容积，而这与控制脂质体在有效的粒径范围内又相互矛盾。以下将介绍一些用于提高亲水性药物在脂质体中的包封率的方法。
 
　　二，制备方法

　　1，常规方法

　　对于一些亲水性药物，使用常规的制备方法也可以得到满意的包封率。胡静等（1）用简单的薄膜水化-机械分散法研究了硫唑嘌呤（Aza）脂质体包封率的影响因素。这些因素包括卵磷脂与胆醇摩尔比、缓冲液(PBS)pH值、水相用量及药脂重量比。通过正交设计得到最佳处方所制得的3批硫唑嘌呤脂质体形态圆整，大小均匀，粒度范围0.01～0.42μm，包封率均达30%以上。但在实验中发现药脂重量比增加时，包封率反而下降，这说明Aza的利用率在减少。
 
　　吴骏等（2）使用逆相蒸发法制备阿昔洛韦ＡＣＶ脂质体，经过正交优化后，得到阿昔洛韦脂质体的平均粒径为219.8ｎｍ，多分散系数为0.158，包封率为65%，且具有良好的稳定性。作者将卵磷脂、胆固醇、油酸和去氧胆酸钠溶于乙醚，于室温搅拌下滴入ＡＣＶ水溶液，使形成稳定的Ｗ/Ｏ型乳剂。25℃减压蒸去乙醚，得乳白色混悬液，通过微孔滤膜后，即得ＡＣＶ脂质体。产品经离心加速实验表现出良好的稳定性。此实验通过选择适当的油水体积比可使内相体积增加，提高包封率；同时加入了乳化剂可以防止脂质体的粒径增大。
 
　　翟光喜等（3）也将表面活性剂胆酸钠引入脂质体的处方中制备了低分子肝素的柔性纳米脂质体，此类脂质体具有高度的形变性，可由于经皮给药系统。制备方法就是简单的将处方混合后至冰水浴中超声处理，再通过微孔滤膜即得。经正交优化后包封率可达到33.1%。但该制剂的稳定性和储存中的渗漏作者并没有做进一步研究。陈鹰等（4）也研究了双氯芬酸钠的柔性脂质体，试验将磷脂等脂溶性成分和胆酸盐溶于乙醚中，药物则溶解在磷酸缓缓冲液中，混合后减压旋转挥干后再超声过滤。得到的脂质体包封率为73.12%。
 
　　侯新朴等对低包封率的水溶性药物(如甲硝唑)进行疏水衍生化，其疏水链将药物分子插入脂质体膜，包封率和稳定性都提高十多倍（5）。
 
　　在这些常规的制备方法中，首先应该对药物的性质有充分的了解。同时工艺参数的选择，尤其是合适的油水相比及乳化剂的用量对于水溶性药物的包封率有很大的影响。在制备过程中采用超声，加乳化剂的方法都可以有效地控制脂质体的粒径。
 
　　2，三维网状脂质体
　　亲水性药物在脂质体内包封的多少取决于在脂质体形成时其在囊内溶液和囊间溶液中的分配，此比率越高，包封率也越高。因此提高囊内溶液的体积可以提高药物的包封率。M. Brandl（6）等通过提高单位体积内磷脂的浓度，以增加在内相中的体积同时又不改变脂质体的形状和大小，从而增加药物的包封率。它将磷脂溶解在水性介质中达到200-300mM浓度，形成一种半固体的糊状物，再用一步高压匀质法（7）使磷脂“强制水化”制成了“Three-dimensional liposome network”。通过电镜观察，发现这种糊状物包埋了水溶性的标记药物，而且还具有缓释作用。所谓一步高压匀质法就是将磷脂粉末和药物分散在水或磷酸盐缓冲液中，轻微振摇后在GM Lab 40 匀质机中高压匀质切割即得脂质体。
 
　　3，将药物引入制好的空白脂质体中
　　由于脂质体一般为混悬液，在储存和运输中难免出现渗漏，聚合等现象影响了包封率和粒径。采用空白脂质体加药物的方法可能可以解决这一问题。
 
　　Anye首先提出了前提脂质体（proliposome ）的概念，将水溶性甘露醇分散在脂质体膜材的乙醇溶液中，挥干乙醇制的粉状的前体脂质体，此前体脂质体是以甘露醇为主要支架，磷脂膜粘附在其上的结构。该前体脂质体易于保存。药物则溶解在水中，临用前与前体脂质体混合，药物随水分子进入脂质体内，即得含药脂质体制剂。翟光喜等（8）将此方法用于低分子肝素，制得用于静脉注射的脂质体制剂。测得平均包封率为37.3%。这种制剂包封率主要受甘露醇与类脂的总量和配比以及混合的时间影响。在稳定性问题解决的同时，也存在粒径较大且不易控制等问题。还须进一步的研究加以解决。他（9）还将肝素加入少量PBS成糊状，再加入商品化的Natipide Ⅱ空白脂质体，研磨后加入抗氧剂和防腐剂，加PBS稀释后即得。药物在研磨中被包入空白脂质体凝胶颗粒中，再加入大量的水破坏凝胶状态，形成混悬液。试验所的包封率在43%左右。该制备方法中，温度对包封率又较大影响，温度升高时，脂质体流动性变大，膜内包封的药物易于渗漏。 
 
　　邓意辉等（10）用主动载药法制备盐酸小檗碱脂质体，包封率得到大大的提高：被动载药法得到的包封率仅有13.3%，主动载药法的包封率最高可达84.6%。他将膜材的乙醇溶液在枸橼酸缓冲液中减压蒸发得到空白脂质体，依次加入盐酸小檗碱溶液和ＮａＨＣＯ3溶液调外水相ｐＨ值，水浴孵化即得。由于混合时内外水相不同的离子或化合物梯度，有利于特殊药物（离子型药物）的包封，且制剂较为稳定（放置一年无分层现象，包封率下降8%）。研究发现加药顺序、孵化时间、孵化温度、外水相ｐＨ值等都对药物的包封率有影响。由于采用主动载药法制备脂质体的包封率高、渗漏小，非常适合于工业化大生产。
 
　　4，反复冻融法
　　亲水性药物脂质体无论是在制备还是储存过程中都存在一个渗漏的问题，药物分配在外水相增多，使包封率降低。反复冻融法被证明是一种有效的保护药物不渗漏的方法。与其他方法相比， 冻融法具有操作简单，包封率高，药物避免接触有机溶媒等特点。

　　张奇等（11）使用了冻融法制备氟尿嘧啶脂质体，并考察了其稳定性。作者使用对水溶性药物包封率较高的逆向蒸发法制备了5-ＦＵ脂质体的混悬液后，置冰箱内反复冻融3次，发现药物的包封率比冻融前明显提高（由约25%上升到45%左右）且离心加速实验的稳定性也比冻融前好得多。这是由于冰冻使磷脂周围药物浓度增高，在反复冻融过程中粒径小的脂质体互相融合成稍大脂质体，粒径趋于均匀化，使脂质体包封率明显提高。但作者并没有控制冻融后脂质体的粒径分布。
 
　　董泽民（12）在研究赖氨匹林的鼻腔给药脂质体时也使用了冻融法。他先将磷脂等制成空白脂质体后，把药物和甘露醇溶于其中冻干，加入缓冲液振摇分散，再冻干即得。这样制得的重建性脂质体的包封率为55.94% 。由于制作过程无需加热，尤其适用于对热不稳定的水溶性药物。
 
　　Wei Liang等（13）在研究含有ATP的免疫脂质体的制备时也使用到此方法。作者将包有ATP的PEG修饰脂质体结合上单克隆抗体2G4以增加其靶性，在结合的过程中未发现有ATP的泄漏。作者将脂质体材料和PEG溶于氯仿中旋转挥干成膜，加入溶有ATP的缓冲液，强力蜗旋后反复冻融5次后过膜均化，再过柱分离得脂质体，再进行进一步化学修饰。制备方法在冻融后过聚碳酸酯的膜可使脂质体的离径缩小（约200nm），且分布窄。作者认为冻融法提高包封率的机理可能是形成了某种暂时的孔洞是药物在平衡前由外相进入了内水相中。
 
　　5，使用糖保护剂防止载药脂质体的渗漏
　　有研究表明，在脂膜中加入蛋白，糖等类物质，会使其稳定性提高。李晓燕等（14）探讨了具有疏水链的糖保护剂癸烷基葡萄糖（β-DG）对于延缓脂质体渗漏的影响。实验使用超声法制备了水溶性药物盐酸氯喹的小单层脂质体，发现在制膜时加入β-DG，由于长链的亲脂性，使其均匀的分散在双分子层中，改变了膜的通透性，不仅提高了脂质体对药物的包封率（上升了5%），还有效地防止了药物泄漏（降低了一个数量级）。证明了癸烷基葡萄糖是一种有效的脂质体渗漏保护剂。但加入量不宜过多，因为过多的非脂类分子进入脂膜，会影响脂膜的稳定性，反而会使泄漏量上升。
 
　　6，其他新进展
　　对于亲水性药物脂质体，最新研究并不局限于传统的脂质体制剂的研究模式，而是灵活积极地采用其他剂型的优点和方法，提高药物的包封率和稳定性。
 
　　小分子水溶性药物在普通的水凝胶中可以被很快的释放出来，这是由于水凝胶中含有大量的水分（＞90%）并且有很大的孔洞，因此达不到缓释的作用。近年来有人将此类药物包裹在脂质体中，再分散在凝胶里，可以明显延缓药物的释放，药物穿透脂质层的过程成为限速步骤。M arija（15）等研究了5-氟脲嘧啶的凝胶脂质体（liposome gels）的制备和体外释药特性。作者使用脂质成膜水化的方法制备脂质体，用缓冲液洗涤后加入冻干保护剂蔗糖进行冻干，后加入到具有壳聚糖骨架结构的凝胶中即得，药物的体外释放受脂质的组成和水化成膜的条件影响，符合Higuchi扩散模式。与对照的5-FU水凝胶相比有明显的缓释作用。在制备脂质体时，作者发现由于药物对脂相有一定的亲合力，因此其包封率随胆固醇量的下降和药物/水相质量比的增加而增加。处方中最高的包封率可达25.4%左右。作者并没有探讨该制剂的稳定性，但根据其缓释的特点可以推测脂质体周围的高粘度凝胶可能对药物的渗透有一定的保护作用。E. Ruel-Gariepy等（16）也用类似的方法制备了供体内埋植的温度敏感型凝胶脂质体。作者用逆相蒸发法先将药物制备成大单层脂质体，多层脂质体则用水化法制的。模型药物CF的包封率在1-8%之间。另制备了壳聚糖和甘油磷酸（glycerophosphate）的温度敏感性凝胶，发现壳聚糖由于不具备表面活性，不会像其他亲水凝胶中高分子化合物一样穿透脂质双分子层而导致药物渗漏，电镜观察法相脂质体在该凝胶中不会发生合并， 通过磷脂酶A2可以证明脂质层的完整性。因此不会对分散在其中的脂质体的稳定性产生影响。而且作者还认为胆固醇（40mol%）通过与脂质层的相互作用降低了其通透性，且增加了稳定性，减少的药物的渗漏。
 
　　C. Tardi等（17）采用了高压匀质法使高浓度的磷脂分散，形成了一种半固体凝胶状物质，其中充满了大量的单层囊泡（SUVs），包裹在这种凝胶状磷脂囊VPGs（vesicular phospholipid gels）中的亲水性药物具有缓释作用。VPGs由于在与缓冲液混合后可变成粒径均一的脂质体，且包封率高。因此作为一种中间体或前体脂质体，尤其适用于高渗透率且无法稳定保存的药物。作为非胃肠道给药载体，作者还进一步论证了VPGs可以用于热压灭菌，这是脂质体制剂无法做到的。同时，在热压灭菌中，由于一些小囊泡的合并和增大，包入内相得体积增大，VPG的包封率反而提高（29%-47%），这与常规脂质体在加热后药物会渗漏的结果相反。
 
　　三，结语
　　脂质体作为一种新型的药物传递系统正越来越被人们重视，通过自身的性质或对其表面的修饰可以得到不同的靶相给药或缓控释的目的。对于不同的亲水性药物，如何能有效地提高其包封率并降低在储存中渗漏，不仅要借鉴先进的技术和辅料。还需要根据制剂设计要求找出最合适的制备工艺。
 
　　参考文献：

1，胡　静，封钦锋 硫唑嘌呤脂质体制备方法的研究 西北药学杂志　（2002）17（4）：167-169
2，吴　骏 ,朱家壁 阿昔洛韦脂质体的制备和稳定性的初步考察 药学学报（2003）,38(7):552-554
3，翟光喜，王唯红，赵焰等　低分子肝素柔性纳米脂质体的研究 山东大学学报 (医学版) （2002） 40（3）：240-242　
4，陈鹰，汤韧，郑汉平等 双氯芬酸钠柔性脂质体的研究 中国药学杂志（2002）37（7）：513-516
5，侯新朴等：甲硝唑前体药物脂质体及微量量热法药效学研究 北京医科大学学报 1994；26（6）：481
6，M. Brandl  Three-dimensional liposome network: freeze fracture electron microscopical evaluation of their structure and in vitro analysis of hydrophilic markers (1997)  advanced drug delivery review 24: 161-164 
7，M. Brandl et al . Lipsome preparation by a new high pressure homogenizer gaulin micro lab 40   Drug development and Industrial pharmacy 16(14)  2167-2197
8，翟光喜　赵焰  低分子肝素前体脂质体制剂的研究 山东医科大学学报　（2001） 39（3）：218-220 ）
9，翟光喜，邹立家，张天民 低分子肝素脂质体的研究 （2001）中国药学杂志 36（5） 316-318
10，邓意辉,王绍宁,吴琼等 主动载药法制备盐酸小檗碱脂质体 中国药学杂志 (2004)  39(1): 40-42
11，张奇，邓英杰  冻融法制备5 氟尿嘧啶脂质体及其稳定性考察  沈阳药科大学学报 （2000） 17（2）87-89
12，董泽民  赖氨匹林脂质体鼻腔给药的研究 中国医药工业杂志 （1995）26（5） 199-202
13，Wei Liang, Tatyana Levchenko, Ban-An Khaw and Vladimir Torchilin   ATP-Containing Immunoliposomes Specific for Cardiac Myosin  Current Drug Delivery（ 2004）1（1）, 1-7
14，李晓燕，陈卫，候新朴  癸烷基葡萄糖对载药脂质体的渗漏保护作用  北京医科大学学报 （1995）27（1）：75
15，M. Glavas-Dodov et al.: 5-Fluorouracil in topical liposome gels for anticancer treatment – Formulation and evaluation, Acta Pharm. 53 (2003) 241–250
16，′ E . Ruel-Gariepy et al . T hermosensitive chitosan-based hydrogel containing liposomes for the delivery of hydrophilic molecules ， Journal of Controlled Release 82 (2002) 373– 383
17，C. Tardi et al. Steam sterilisation of vesicular phospholipid gels  :International Journal of Pharmaceutics 217 (2001) 161–172